不同類型的浮游生物樣本處理和保存方法存在一定差異，以下是一些常見的情況：
一、浮游植物
1、樣本處理
（1）采集：
浮游植物采樣通常使用浮游生物網，根據水體深度和研究目的選擇合適的網孔大小。對于小型浮游植物，一般采用20-25μm的網孔；對于較大體型的藻類等，可使用稍大網孔的網，如75μm等。
從表層到深層緩慢拖網，以獲取不同水層的浮游植物樣本。拖網速度要均勻，避免對浮游植物造成過大的破壞。
（2）固定：
常見的固定方法是使用魯哥氏液（Lugol'ssolution）。它由碘、碘化鉀和蒸餾水配制而成。一般每1000ml水樣中加入15-20ml魯哥氏液。魯哥氏液可以使浮游植物細胞內的蛋白質凝固，保持細胞形態，并且具有一定的染色作用，方便在顯微鏡下觀察。
對于一些需要長期保存或者對固定劑比較敏感的浮游植物，也可以考慮使用甲醛-丙三醇混合固定劑。這種固定劑能夠更好地保存細胞的精細結構，甲醛的最終濃度一般在2%-4%，丙三醇濃度在10%-20%。
2、樣本保存
（1）短期保存（幾天到幾周）：
將固定好的樣本放在避光、低溫（4-10℃）的環境下保存。可以使用冷藏箱或者冰箱的冷藏室。這樣的條件可以減緩浮游植物細胞的新陳代謝，防止其繼續生長或死亡過快，從而保證樣本的代表性。
（2）長期保存（幾個月到幾年）：
經過魯哥氏液固定的浮游植物樣本可以保存在棕色試劑瓶中，置于陰涼處。如果是使用甲醛-丙三醇混合固定劑固定的樣本，也可以采用類似的方式保存，但要避免陽光直射，因為光照可能會引起化學反應，影響固定效果。
二、浮游動物
1、樣本處理
（1）采集：
浮游動物采樣同樣使用浮游生物網，但網孔大小要根據目標浮游動物的大小來選擇。例如，對于小型輪蟲、枝角類等，可使用30-50μm的網孔；對于較大的橈足類等，可能需要100-200μm甚至更大的網孔。
采集過程中要注意避免對浮游動物造成機械損傷，盡量輕柔地操作采樣設備。有些浮游動物具有趨光性或避光性，可能需要在不同光照條件下進行分層采樣。
（2）麻醉與固定：
對于一些活動能力較強的浮游動物，如橈足類，可以先使用低濃度的麻醉劑（如硫酸鎂溶液，濃度約為1%-2%）進行處理，使其暫時失去活動能力，便于后續操作。麻醉時間一般為10-15分鐘。
固定浮游動物常用的固定劑是福爾馬林（甲醛溶液），最終濃度一般在2%-4%。福爾馬林可以使浮游動物的蛋白質變性，起到固定形態的作用。但福爾馬林對細胞的核酸等成分有一定的破壞作用，所以如果后續需要進行分子生物學相關的研究，可能需要采用其他更合適的固定方法，如使用乙醇或丙酮等有機溶劑固定。
2、樣本保存
（1）短期保存（幾天到幾周）：
將固定后的浮游動物樣本放在4-10℃的冰箱中冷藏保存。在這個溫度范圍內，浮游動物的形態和內部結構能夠保持相對穩定，有利于后續的形態學觀察和分類研究。
（2）長期保存（幾個月到幾年）：
可以使用冷凍保存的方法。將經過適當處理（如用抗凍劑預處理）的浮游動物樣本放入低溫冰箱（-20℃以下）或液氮罐中保存。冷凍保存可以有效地抑制微生物的生長和酶的活性，從而長時間地保存浮游動物樣本。不過，冷凍過程可能會對浮游動物的細胞造成一定的損傷，所以在解凍后用于某些研究時（如細胞培養），可能需要進一步評估樣本的活力和完整性。
更新時間：2025-03-11 
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